Manual de Solicitação de Exames Gal e Amostras Biológicas
Sangue/Soro
- Realizar os seguintes procedimentos antes de iniciar a coleta: lavar as mãos, colocar luvas, identificar os tubos, encaixar a agulha na seringa com o auxílio de uma pinça,
- inspecionar a ponta da agulha (não deve estar rombuda ou torta) e mover o êmbolo da seringa. Para coleta a vácuo, rosquear a agulha no suporte com o auxílio de uma pinça;
- Colocar o torniquete (garrote) para que as veias fiquem mais salientes;
- Inspecionar as veias cuidadosamente e verificar a mais adequada para a punção;
- Fazer a assepsia do local com algodão embebido em álcool 70%.
- Permitir a secagem da área por 30s para prevenir hemólise.
- Em seguida, puncionar a veia e coletar o sangue;
- Para coleta a vácuo, cuidar para não retirar o tubo enquanto houver vácuo, para que a quantidade de sangue produza a quantidade de soro ou plasma necessário;
- A pressão do torniquete não deve ser mantida mais que 60 segundos, porque produz aumentos na concentração de células sanguíneas;
- Coletar o sangue com tubo a vácuo completando até a marca indicada;
- Homogeneizar a amostra suavemente por inversão de 5 a 10 vezes;
- O sangue deverá ser mantido nos tubos próprios para os exames;
- Para coleta com seringa, abrir os tubos, colocar o sangue cuidadosamente, deixando escorrer suavemente pela parede interna do tubo.
Obtenção de soro e/ou plasma
- Colocar luvas;
- Abrir a centrífuga e colocar os tubos com o sangue nas “caçapas”, tomando o cuidado de equilibrá-los;
- Fechar a tampa da centrífuga, marcar 3000 a 4000 rpm e ligar por 10 minutos;
- No caso de amostras de soro, respeitar o tempo para retração do coágulo;
- Para os exames de biologia molecular observar o tempo e a rotação da centrífuga conforme descrito em cada exame;
- Não abrir a tampa da centrífuga antes de parar totalmente de rodar e nem tentar parar com a mão ou instrumentos. Recomenda-se não abrir a centrífuga imediatamente após parar, devido à formação de aerossóis que podem ser infectantes, por isto, deve- se esperar alguns minutos para que as partículas sedimentem;
- Retirar os tubos das caçapas com auxílio de uma pinça e colocar em estante própria;
- Verificar o aspecto da amostra. O soro deve estar livre de resíduos de hemácias. Se o soro estiver fortemente hemolisado ou lipêmico, providenciar nova coleta;
- Transferir o soro obtido para o tubo correspondente, previamente identificado conforme figura 4, com auxílio de pipeta plástica tipo Pasteur descartável ou pipetador.
- Para exames de Biologia Molecular utilizar o tubo preparador de plasma, centrifugar e
- Encaminhar no mesmo tubo para o Lacen/PR ou laboratório descentralizado correspondente, no caso de Carga Viral para HIV-1 e Hepatites Virais.
- Proceder conforme as orientações conforme figura 5:
- Gerar etiqueta do GAL com a identificação do paciente, com opção “por amostra”;
- Colar a etiqueta no tubo com gel separador, sobre a etiqueta original.
Figura 4 – Identificação do tubo de poliestireno para sorologia
Figura 5 – Identificação do tubo com gel separador para Biologia Molecular
Importante: não danificar o código de barras da etiqueta do GAL em hipótese nenhuma; respeitar o sentido vertical e afixar a etiqueta na parte superior do tubo conforme figuras 4 e 5.
Centrifugação de amostras usando força G
Relação entre a força g e o raio da centrífuga para definição da velocidade de centrifugação.
A força centrífuga relativa (rcf), também conhecida como força g, é gerada quando uma determinada massa é submetida a um movimento circular, tal como ocorre no processo de centrifugação de amostras biológicas, que é o processo no qual ocorre a separação de soro, plasma e outros fluídos biológicos.
Vários exames, por exigirem uma determinada condição de separação predefinida como ideal, utilizam a rcf como parâmetro de intensidade, durante o processo de centrifugação, tais como o PCR quantitativo em tempo real para o HIV, HBV e HCV, entre outros. A rcf é definida através de uma relação direta com a velocidade de centrifugação em rotações por minuto (rpm) e o raio de centrifugação em centímetros (cm). A unidade de medida da força centrífuga relativa é o grama (g). Através da Tabela 1 abaixo, podemos definir a velocidade de rotação da centrífuga necessária para se obter uma determinada força g, previamente padronizada para separação de amostras de um determinado exame, relacionando-a com o raio da centrífuga.
Tabela 1. Relação entre raio do rotor da centrífuga e força g.
Orientação para uso da tabela:
Caso haja solicitação, por exemplo, do tubo à rcf de 1500 g, para transformar “g” em “rpm”, devemos medir o raio da centrífuga utilizada ou buscar informações sobre o raio da centrífuga no manual do equipamento.
O raio é medido em centímetros, usando-se régua comum. Essa medida se dá do ponto central da centrífuga de ângulo móvel até o fundo (base da caçapa) em posição horizontal, simulando-o em rotação conforme a figura 6.
O valor em “rpm” é o ponto de intersecção das duas medidas (g e raio) na tabela.
Figura 6 – Raio da centrífuga
Gota Espessa – Pesquisa de Malária, Chagas Agudo e Filariose
Técnica de confecção da Gota Espessa para Pesquisa de Malária, Chagas Agudo e Filariose, conforme figura 7.
Figura 7 – Técnica de confecção da gota espessa
- Antes de iniciar a coleta observar as seguintes recomendações:
- Trabalhar sobre superfície plana horizontal;
- Preencher os dados do paciente estabelecidos no formulário;
- Usar duas lâminas (ver modelos na figura 8), colocar uma lâmina sobre uma superfície plana, sendo o manuseio pelas extremidades sem tocar as superfícies;
- A lâmina deve estar com etiqueta auto-adesiva para o registro da identificação ou usar lâmina com extremidade esmerilhada (fosca);
- Usar lanceta descartável, ou agulha de lanceteiro ou lanceteiro com agulha descartável;
- Pode ser feito em qualquer dos dedos da mão, lóbulo da orelha ou em lactentes o dedo grande do pé ou o calcanhar, com gaze ou algodão embebido de álcool;
- Secar com gaze ou algodão seco.
- Procedimento de coleta:
- Limpar vigorosamente a pele do local de punção (parte lateral);
- Retirar o estilete do envoltório estéril, segurando-o com a mão esquerda (ou a de melhor posição para quem for executar a punção), puncionar o local de maneira firme e leve;
- Remover a primeira gota de sangue com gaze ou algodão seco;
- Comprimir o dedo suavemente para obter outra gota de sangue esférica sobre a pele seca;
- Segurar a lâmina firmemente pelas bordas numa das extremidades contra o indicador (que está comprimindo o dedo do paciente) e baixar lentamente a lâmina até tocar o alto da gota de sangue (sem entrar em contato com a pele do paciente);
- Se a quantidade de sangue for insuficiente, pode-se colocar outra gota ao lado;
- Colocar a lâmina com a face para cima na superfície de trabalho;
- Espalhar o sangue formando um retângulo de tamanho e espessura adequados, utilizando o canto e os primeiros 5 mm da borda longa da segunda lâmina;
- Pegar outra amostra, colocar ao lado da primeira e espalhar da mesma maneira;
- As gotas espessas devem estar localizadas na parte central da lâmina;
- Limpar o local puncionado com gaze ou algodão secos, se necessário pressionar;
- Secar as lâminas recém-colhidas ou coradas com fluxo de ar, podendo usar ventilador, estufas e outros;
- Em lugar da segunda gota espessa pode-se colocar uma gota de sangue e fazer um esfregaço sanguíneo (extensão).
Importante: Não registrar o número da lâmina na própria amostra de sangue.
Figura 8 – Modelos de lâminas usadas na microscopia de hemoparasitas.
Secreções
Pesquisa de streptococcus pyogenes (Estreptococos do grupo A)
- Orofaringe
- Em local bem iluminado, pedir para o paciente engolir a saliva;
- Coletar o exsudato tonsilofaringeano com auxílio de um abaixador de língua e um swab estéril. Friccionar firmemente o swab contra a parede posterior da faringe do paciente e em seguida, friccionar a tonsila direita e esquerda, especialmente sobre áreas com
- pus;
- Retirar o swab evitando tocar na úvula, língua ou lábios para evitar contaminação da amostra com micro-organismos da microbiota oral normal;
- Após a coleta, o swab deve ser colocado em meio de transporte Stuart.
- Feridas secas
- Lavar bem a ferida com solução fisiológica estéril, remover a crosta com bisturi e proceder à coleta com swab estéril, friccionando firmemente o centro da lesão;
- Após a coleta, o swab deve ser colocado em meio de transporte Stuart.
Feridas úmidas/Abscessos
- Lavar bem a ferida com solução fisiológica estéril, remover a crosta com bisturi e proceder à coleta do exsudato com auxílio de seringa e agulha estéril;
- Após a coleta, o swab deve ser colocado em meio de transporte Stuart.
Pesquisa de Corynebacterium diphtheriae (Difteria)
Orofaringe
- Introduzir o swab estéril sobre a parede posterior da orofaringe e logo após sobre as
- superfícies das tonsilas, úvula e regiões adjacentes. Tomar o cuidado de não desprender a pseudomembrana quando presente;
- Após a coleta, o swab deve ser colocado em meio de transporte Stuart.
Nasofaringe
- Utilizar 2 swabs. Introduzir 1 swab em cada fossa nasal anterior, fazendo com que o algodão entre em contato com a superfície da mucosa nasal. Girar continuamente o swab durante a coleta;
- Após a coleta, colocar os swabs em 2 tubos de meio de transporte Stuart, identificando a narina direita e esquerda.
Lesões cutâneas
- Lavar previamente a ferida ou úlcera com solução fisiológica estéril. Umedecer o swab em solução fisiológica estéril e pressionar o mesmo contra a base das lesões.
- Após a coleta, o swab deve ser colocado em meio de transporte Stuart.
Pesquisa de Bordetella pertussis (Coqueluche)
Nasofaringe
- Retirar um tubo de transporte RL com antibiótico da geladeira 30 minutos antes da coleta (deve estar à temperatura ambiente);
- Introduzir o swab em uma das narinas, até encontrar resistência na parede posterior da nasofaringe;
- Manter o swab em contato com a nasofaringe por 10 segundos realizando Movimentos rotatórios lentos, 5 para um lado e 5 para o outro lado;
- Retirar o swab do orifício nasal, introduzir no tubo RL e estriar a superfície inclinada do meio fazendo movimentos de ziguezague, no sentido de baixo para cima.
- Em seguida, introduzir o swab no meio RL até 2/3 de profundidade. Manter o swab dentro do tubo RL para o envio;
- Identificar o tubo com nome, data e indicar se o paciente é um caso suspeito ou comunicante.
Pesquisa de vírus respiratórios
Aspirado de nasofaringe (ANF)
A coleta de ANF é um processo indolor, porém desconfortável, podendo provocar lacrimejamento reflexo. O coletor de muco (plástico) descartável é recomendado para obtenção do espécime.
Importante: A aspiração pode ser realizada com bomba aspiradora portátil, no caso de impossibilidade de se coletar swabs combinados (nasal e orofaríngeo).
Material necessário:
- Bomba de aspiração;
- Coletor plástico descartável de secreções;
- MTV (Fornecido pelo Lacen/PR);
- EPIs: avental, gorro, óculos, luvas e máscara tipo respirador para partículas N95 ou PFF2.
Procedimento de coleta, conforme figura 9:
- Inserir a sonda através da narina até atingir a região da nasofaringe quando então o vácuo deve ser aplicado, coletando a secreção para o interior do coletor;
- Importante: O vácuo deve ser colocado após a sonda estar posicionada na nasofaringe (Figura 9); caso contrário, poderá ocorrer lesão da mucosa.
- Realizar o procedimento em ambas as narinas, mantendo movimentação da sonda para evitar que haja pressão diretamente sobre a mucosa provocando sangramento.
- Alternar a coleta nas duas fossas nasais até obter um volume suficiente, aproximadamente 1 mL de ANF;
- Após a coleta, aspirar o MTV (em temperatura ambiente) para dentro do coletor plástico de secreções, descartável;
- Fechar o frasco e identificá-lo com etiqueta do GAL com código de barras.
Figura 9 – Esquema para coleta de material de ANF
Swabs combinados (nasal/orofaringe)
ATENÇÃO: durante a pandemia de COVID-19, a partir de 31/08/2020, o Lacen/PR disponibilizará 01 (um) swab para coleta combinada de nasofaringe. Para tanto, colher o material utilizando a técnica descrita abaixo, das duas narinas do paciente, utilizando O MESMO swab.
NÃO COLETAR AMOSTRA DA OROFARINGE.
Material necessário para a coleta swabs combinados (nasal/orofaringe):
- Meio de transporte viral – MTV (fornecidos pelo Lacen/PR);
- 1 swab de rayon ou nylon (fornecidos pelo Lacen/PR);
- EPIs: avental, gorro, óculos, luvas e máscara tipo respirador para partícula N95 ou PFF2.
Importante:
- A técnica de coleta de amostras por meio de swab combinado de nasofaringe e orofaringe deve ser realizada exclusivamente com swab de rayon ou nylon;
- O swab deve ser estéril e com alças de plásticos, não devendo ser usado com hastes de madeira e alginato de cálcio;
- Não deverá ser utilizado swab de algodão, pois o mesmo interfere nas metodologias moleculares utilizadas.
ATENÇÃO: se for necessário realizar duas coletas no mesmo dia, deverá ser respeitado um intervalo mínimo de 12h entre a primeira e a segunda coleta. O processo da coleta do swab faz um esfregaço do epitélio respiratório, podendo reduzir a carga viral na segunda amostra, levando a um resultado divergente da primeira amostra.
Procedimento de coleta conforme figura 10.
Figura 10 – Esquema para coleta de material de swabs de orofaringe
- Examinar a fossa nasal do paciente com o intuito de verificar a presença de secreções e a posição do corneto inferior e médio. A inspeção é feita solicitando que o paciente incline a cabeça para traz em um ângulo de aproximadamente 45 graus e com o auxílio do polegar deve-se deslocar a ponta do nariz para cima.. Pedir para o paciente assoar (limpar) o nariz caso haja secreções.
Importante: O objetivo do swab é coletar um esfregaço de células e não secreções nasais.
- Ainda com a cabeça do paciente inclinada (45 graus) introduzir o swab na cavidade nasal do paciente (cerca de 5 cm), paralelo ao assoalho nasal, até encontrar resistência na parede posterior da nasofaringe. Manter o swab em contato com a nasofaringe por 10 segundos, realizando movimentos rotatórios lentos, 5 para um lado e 5 para o outro lado;
- Introduzir a ponta do swab no tubo com MTV e efetuar o corte do excesso da haste o mais próximo possível da ponta de rayon ou nylon.
- Utilizando o mesmo swab, realizar o mesmo procedimento para a outra narina.
- Mergulhar o swab em frasco com MTV para preservar o material coletado.
- Tampar o frasco contendo os swabs e identificar com a etiqueta do GAL com código de barras de maneira que seja possível visualizar o swab dentro do tubo;
- Realizar a desinfecção da tesoura com álcool a 70%, após a finalização do corte dos três swabs.
- Descartar corretamente como resíduos do GRUPO A1;
- Etiquetar o tubo com a etiqueta do GAL, gerada “por amostra”. Não utilizar múltiplas etiquetas sobrepostas, ou etiquetas de qualquer outro padrão.
Importante:
- Os tubos contendo as amostras devem ser protegidos de vazamentos: acondicionar em recipientes plásticos com tampa de rosca. Colocar na posição vertical em recipientes que garantam esta posição até a chegada ao Lacen/PR;
- O material genético viral é extremamente lábil e, portanto, facilmente degradado pelo manuseio inapropriado ou pela demora em seu processamento.
Pesquisa de Leishmaniose Tegumentar Americana
Escarificação de lesões:
- Realizar escarificações com lâmina de bisturi, em diferentes locais da borda interna da lesão, coletando, no mínimo, duas lâminas por lesão.
- Evitar extravasamento de sangue, pois prejudica o diagnóstico, conforme Figura 11.
Figura 11 – Técnica de escarificação de lesão suspeita de leishmaniose tegumentar americana
Biópsia por Punch e Imprint
- Realizar a biópsia na borda da lesão com auxílio de punch de 5 mm ou bisturi e pinça estéril e, em seguida, após a excisão cirúrgica, realizar a técnica de aposição ou “inprint” em lâmina, por delicada compressão do fragmento de tecido, obtido por biópsia, sobre uma lâmina de vidro, conforme Figura 12:
Figura 12 – Técnica de biópsia por punch e imprint em lâmina
- As lâminas não coradas devem ser previamente fixadas com cerca de 3 mL de metanol (álcool metílico) durante três a cinco minutos. Caso não disponha de metanol (álcool metílico), poderá ser utilizado o mesmo fixador de amostra do exame citológico (preventivo).
- Após secas, as lâminas deverão ser colocadas em frascos ou caixas próprias para transporte de lâminas devidamente identificadas e mantidas à temperatura ambiente.
Importante:
- A informação de amostras fixadas deve ser anotada na embalagem ou frasco da amostra da seguinte forma: “fixada” – metanol ou, “fixador citológico”.
- Uma boa execução da técnica requer que o fragmento seja previamente banhado em solução salina estéril e o excesso de sangue e líquidos absorvidos em gaze ou papel de filtro.
- A biópsia da lesão é um procedimento exclusivamente médico por envolver etapas de anestesia local e em alguns casos sutura e deve ser realizado segundo protocolo médico. Durante o procedimento devem ser observados cuidados na manutenção da esterilidade da amostra. Nos casos de lesões que apresentem infecções secundárias é aconselhável tratar o paciente antes de realizar o procedimento visando diminuir a possibilidade de contaminação da amostra.
Linfa
Pesquisa de Mycobacterium leprae (Hanseníase)
Locais de coleta:
- Preconizado: lóbulos de orelha direita e esquerda, cotovelos direito e esquerdo;
- A critério médico: joelhos direito e esquerdo, borda e centro das lesões.
- Volume: boa quantidade (equivalente a 1 gota);
- Número de amostras: 04 para cada paciente ou a critério médico;
- Preparo do paciente: explicar o procedimento de coleta a ser realizado.
Técnica de coleta:
- Orientar o paciente sobre o procedimento de coleta;
- Fazer assepsia do local a ser coletado com álcool a 70 %;
- Com auxílio de uma pinça de Kelli curva, fazer uma boa isquemia para impedir o fluxo de sangue;
- Com auxílio de um bisturi n° 15, realizar um corte de aproximadamente 5 mm de comprimento por 3 mm de profundidade (figura 13);
- Com o lado interno não cortante da lâmina, raspar o bordo interno do corte obtendo boa quantidade de material (1 gota);
Figura 13 – Coleta de linfa para pesquisa de Hanseníase
- Transferir o raspado para lâmina de vidro bem limpa e nova, previamente identificada com lápis ponta de vídea ou com ponta de diamante;
- Espalhar o material com a parte plana do bisturi em movimentos circulares a fim de obter um esfregaço uniforme abrangendo uma área de 5 a 7 mm de diâmetro;
- Os 4 esfregaços serão colocados um ao lado do outro com a distância de 1 cm na sequência da coleta do material. Cada lâmina deverá ter, no máximo, 4 esfregaços, sendo 1 de coleta do paciente, devidamente identificados (figura 14);
Figura 14 – Distribuição padrão dos esfregaços na lâmina
- Os esfregaços não devem conter sangue, para não ocorrer interferência no exame microscópico;
- Para o mesmo paciente, usa-se a mesma lâmina e bisturi após limpá-la com álcool e passá-la em chama;
- Deixar os esfregaços secarem à temperatura ambiente. Em seguida, passar a lâmina na chama, por três vezes rapidamente, observando para que a face em que se encontram os esfregaços fique para cima (fixação);
- Usar sempre lâmina e bisturi novos a cada paciente;
- A incisão feita no paciente deve ser coberta com um curativo estéril (bege).
Escarro
Pesquisa de Mycobacterium tuberculosis (Tuberculose)
Orientações para coleta de escarro – 1ª e 2ª amostras, conforme figuras 15 e 16
Figura 15 – Orientações para coleta de escarro – 1ª Amostra
Figura 16 – Orientações para coleta de escarro – 2ª amostra
Recomenda-se consultar também o Guia de Orientações para Coleta de Escarro – Ministério da Saúde – 2014, ou, o que venha a substituí-lo, no Portal do Ministério da Saúde.
LCR
Pesquisa de meningites e meningococcemias
- A coleta é realizada pelo médico.
- Utilizar os kits para meningites e meningococcemia, fornecidos pelo Lacen/PR;
Importante: Não romper os lacres dos frascos que serão enviados ao Lacen/PR para evitar contaminação das amostras, seja durante a coleta, transporte ou processamento da amostra de LCR.
KIT PARA MENINGITE BACTERIANA (figura 17) COMPOSTO POR:
- Frasco de Ágar Chocolate – 01 unidade
- Frascos vazios estéreis – 02 unidades
- Lâminas em porta-lâminas – 02 unidades
Envelope – Frente
Envelope – Verso
Composição do Kit
Figura 17 – Kit para Meningite Bacteriana
Importante:
- A data de validade está no rótulo de cada frasco;
- Não usar após o vencimento; pode ser devolvido ao Lacen/PR através da Regional de Saúde.
Frasco de Ágar Chocolate – 01 unidade
- Armazenar os meios de cultura Ágar Chocolate, antes de serem utilizados em geladeira (2 a 8 °C);
- Levantar o lacre central do frasco e fazer assepsia da tampa de borracha friccionando com algodão umedecido em álcool a 70 % por um minuto;
- Injetar 2 a 3 gotas de LCR no frasco de Ágar Chocolate, com seringa, após a assepsia da tampa de borracha;
- Colocar no fundo da lata de alumínio ou em jarra de CO2, o frasco de Ágar Chocolate semeado, tantos quantos couberem no fundo;
- Para obter atmosfera de CO2 poderá utilizar lata de alumínio ou jarra para CO2. Colocar um pequeno chumaço de algodão umedecido com água e uma pequena vela no fundo da lata ou jarra;
- Atear fogo na vela e fechar imediatamente a lata de alumínio ou a jarra para CO2, com a vela ainda acesa;
- Incubar a jarra fechada em estufa a 35 °/36 °C, por 24/48 horas;
- Enviar o frasco de Ágar Chocolate ao Lacen/PR, Unidade Guatupê, em caixa de isopor à temperatura ambiente.
Frascos vazios estéreis – 02 unidades
Frasco 1 – Para laboratório local
- Fazer assepsia da tampa de borracha;
- Enviar imediatamente ao laboratório local para execução das Análises Bacteriológica e Citoquímica (contagem de células com diferencial de leucócitos, dosagem de glicose, proteína e cloretos);
Frasco 2 – Para envio ao Lacen/PR
- Fazer assepsia da tampa de borracha (sem romper o lacre);
- Com auxílio de seringa, injetar 1 a 2 mL de LCR no frasco vazio estéril;
- Enviar ao Lacen/PR, Unidade Guatupê, em caixa de isopor com gelo reciclável para Análise Bacteriológica, Látex e PCR.
Lâminas em porta-lâmina para coloração de Gram – 02 unidades
Fazer esfregaço de LCR nas 02 lâminas;
Identificar;
- Lâmina 1 – esfregaço seco – sem corar;
- Lâmina 2 – esfregaço corado pelo Gram (esta deve ser a mesma lâmina lida no Laboratório Local);
Colocar as 02 lâminas em porta-lâmina;
- Usar 01 porta-lâmina por paciente;
- Enviar ao Lacen/PR, Unidade Guatupê, em caixa de isopor junto com o Ágar Chocolate, à temperatura ambiente.
KIT PARA MENINGOCOCCEMIA (figura 18) COMPOSTO POR:
- Frasco para Hemocultura Automatizada, Pediátrico (tampa amarela) ou Adulto (tampa verde) – 01 unidade
- Frasco vazio estéril para soro - Látex e PCR – 01 unidade Importante:
- Utilizar para pacientes com quadro hemorrágico (petéquias, sufusões, equimoses e
- lesões);
- Utilizar todos os itens do kit de meningite bacteriana e acrescentar os itens do kit de meningococcemia (antes da antibioticoterapia).
Envelope – Frente
Envelope – Verso
Composição do Kit
Figura 18 – Kit para Meningococcemia
Importante:
- A data de validade está no rótulo de cada frasco;
- Não usar após o vencimento; pode ser devolvido ao Lacen/PR através da Regional de Saúde.
Coleta de Sangue para Hemocultura Automatizada
- Remover a parte central do lacre do frasco de hemocultura e fazer assepsia da tampa da borracha friccionando com algodão umedecido em álcool a 70 %, por um minuto;
- Coletar o sangue com seringa e agulha estéreis, sem anticoagulante;
- Adultos: 10 mL – inoculação em 1 frasco de meio de hemocultura automatizada (tampa verde)
- Crianças: coletar de acordo com o peso, conforme a Tabela 2, a seguir:
Tabela 2. Determinação do volume de sangue a ser coletado para hemocultura.
(*) O volume de sangue coletado deve ser inoculado em um frasco de hemocultura automatizada pediátrico (tampa amarela).
- Após a coleta manter o frasco em temperatura ambiente. Não incubar;
- Enviar ao Lacen/PR, Unidade Guatupê, o mais breve possível, no máximo em 48 horas, em caixa de isopor à temperatura ambiente, dentro da embalagem individual (saco plástico) do Kit para Meningococcemia.
Coleta de Sangue para Obtenção do Soro para Látex e PCR
- Coletar aproximadamente 5 mL de sangue em tubo sem anticoagulante;
- Deixar retrair o coágulo e centrifugar;
- Fazer assepsia na tampa de borracha do frasco vazio estéril com álcool a 70 %, sem romper o lacre;
- Retirar, com seringa, 1 a 2 mL de soro do tubo centrifugado e injetar no frasco vazio estéril;
- Enviar ao Lacen/PR, Unidade Guatupê, em caixa de isopor com gelo reciclável.
Outros Materiais
Medula óssea
- Coletar assepticamente em ambiente hospitalar, aspirando 0,5 mL em seringa heparinizada estéril. Girar bem a seringa para misturar bem o material com o anticoagulante.
- Importante: para exames de PCR não utilizar heparina.
Abscessos e fístulas
- Material proveniente de secreção.
- Aspirar com uso de agulha e seringa descartável; caso o material seja muito viscoso ou granuloso, injetar previamente no local pequena de solução salina estéril.
- Material proveniente de lesões fistuladas
- Aspirar com seringa sem agulha, ou com swab de algodão, que deverá ser acondicionado em tubo estéril em volume suficiente para recobrir a ponta do swab, evitando-se dissecação (em salina estéril).
Fezes
- Swab fecal: coletar as fezes em recipiente limpo; imergir os dois swabs bacteriológicos nas fezes (dando preferência aos elementos de aparência patológica como muco, sangue, pus, membrana, etc.) introduzir os swabs em meio de transporte Cary Blair.
- Swab retal: umedecer previamente o swab na ampola retal (2 cm além do esfíncter anal) comprimindo-o em movimentos rotatórios suaves, por toda a extensão perianal.
- Fezes formadas in natura: acondicionar cerca de 3g em frasco coletor universal. Envolver cada coletor contendo fezes em um saco plástico individual, devidamente fechado.
- Fezes líquidas in natura: utilizar uma compressa cirúrgica entre o paciente e a fralda. Dessa maneira, as fezes ficam armazenadas na compressa. Após, acondicioná-la com auxílio de pinça, preferencialmente estéril, em frasco coletor universal. Envolver cada coletor contendo fezes em um saco plástico individual, devidamente fechado.
Urina
- Lavar as mãos e a genitália antes da coleta com água e sabão, secar.
- Desprezar o 1° jato de urina.
- Em um frasco coletor universal, coletar o jato médio
- Desprezar o 3° jato.
O armazenamento das amostras deve observar o tempo especificado em condições que garantam estabilidade das propriedades e repetição do exame;
- Evitar congelamentos e descongelamentos repetitivos;
- A qualidade do espécime clínico é de suma importância para o sucesso da análise. O material genético viral é extremamente lábil e, portanto, facilmente degradado pelo manuseio inapropriado ou pela demora em seu processamento;
- As amostras deverão ser identificadas individualmente com o nome completo do paciente, o local de procedência e a data da coleta;
- Importante: as etiquetas devem ser colocadas de forma a não ocultar o nível da amostra contida e não danificar o código de barras;
- Enviar uma amostra para cada exame a ser realizado, com volume adequado, de forma a evitar manuseio da amostra dentro do Lacen/PR;
Antes de acondicionar os materiais para o transporte ao Lacen/PR, conferir se as amostras e as requisições do GAL estão de acordo com o protocolo estabelecido por este manual para cada exame;
- Certifique-se de que os recipientes estão bem fechados e que não há vazamento de conteúdo;
- Colocar tubos ou frascos, contendo o material biológico, dentro de pote plástico, na posição vertical, antes de colocar na caixa de isopor;
- Colocar microtubos em estantes e estas dentro de saco plástico, o qual deverá ser fechado de modo que os microtubos fiquem firmes na estante;
- Colocar os frascos com amostras de fezes em sacos plásticos individuais;
- Colocar amostras de secreções respiratórias em caixa de isopor separadas das demais amostras;
- Colocar amostras para pesquisa de raiva animal em caixa de isopor separadas das demais amostras;
- Colocar amostras de pacientes com suspeita de Doença Priônica obrigatoriamente em caixa UN3373 separadas das demais amostras;
- Colocar substância refrigerada (gelo reciclável ou gelo seco) em quantidade suficiente que envolva completamente a embalagem que contenha as amostras;
- Importante: a caixa de isopor deverá conter quantidade de substância refrigerante (gelo seco ou reciclável) compatível com a quantidade de material que estiver sendo enviado. Usualmente 2/3 do volume deverá ser ocupado com a substância refrigerante.
- Completar os espaços vazios a fim de evitar a movimentação e/ou quebra da embalagem que contém as amostras (sugestão: papel amassado ou flocos de isopor);
- Acondicionar as requisições e outros documentos em saco plástico separado. Não enrolar ao redor dos tubos;
- Fechar o saco plástico contendo as requisições e fixá-lo na parte interna da tampa da caixa de isopor;
- Fechar e vedar bem a caixa com gelo reciclável;
- Fechar e vedar em cruz a tampa da caixa com gelo seco, a fim de evitar explosão;
Identificar o destinatário de acordo com o modelo:
Laboratório Central do Estado do Paraná (Lacen/PR)
Unidade Guatupê
Seção de Gerenciamento de Amostras
Rua Sebastiana Santana Fraga, 1001 – Guatupê
São José dos Pinhais – Paraná
CEP: 83.060-500
Tel: (41) 3299-3200
Se encaminhar pelo Correio, identificar o destinatário de acordo com o modelo:
Colocar em dois lados opostos da caixa externa as seguintes informações:
Importante:
- Enviar materiais de rotina até, no máximo, quinta-feira;
- O horário de atendimento da Seção de Gerenciamento de Amostras da Divisão dos Laboratórios de Epidemiologia e Controle de Doenças será das 8:00 horas às 15:00 horas, de segunda a sexta-feira;
- Enviar na sexta-feira somente casos de pesquisa de meningites bacterianas e outros casos urgentes.
- Nos finais de semana e feriados o Lacen/PR não mantém serviço de plantão de motorista;
- Aos sábados, domingos e feriados haverá plantão em regime de sobreaviso para atender os casos suspeitos de meningites bacterianas e cultura para coqueluche.
- Todas as demais amostras devem ser encaminhadas no próximo dia útil.
- Solicita-se que, além das instruções fornecidas acima, sejam utilizadas para transporte somente caixas de isopor não retornáveis e que seja afixada de forma visível do lado de fora da caixa de transporte uma cópia da requisição gerada pelo GAL para identificação do exame a ser realizado.
Importante:
- Caixas não identificadas corretamente não serão recebidas pela equipe do Lacen/PR.
- Para envio de amostras urgentes suspeitas para outros agravos, contatar previamente a chefia da DVLCD para avaliação da necessidade de atendimento em caráter de urgência e aprovação do envio da amostra.
- Sempre que houver eventos considerados de emergência em saúde pública, o Lacen/PR manterá atendimento para receber amostras e realizar os exames em esquema de plantões;
- Os materiais para Carga Viral para HIV e Contagem de CD4/CD8 deverão obedecer às datas já estabelecidas para cada local.
- Amostras não cadastradas no GAL – cada amostra deverá ser encaminhada ao Lacen/PR, com a requisição do GAL;
- Amostras com cadastro incompleto no GAL;
- Amostras não identificadas;
- Amostras com identificação inadequada:
- Amostra identificada somente com iniciais;
- Amostra identificada com números;
- Amostra com identificação diferente da requisição;
- Amostra sem etiqueta emitida pelo GAL.
Exceção: quando a amostra primária (líquido cefalorraquidiano, biópsia, etc.) for insubstituível ou crítica, o Lacen/PR poderá realizar o exame, no entanto, não irá liberar o resultado até que o médico requisitante ou pessoa responsável pela coleta da amostra primária assuma a responsabilidade pela identificação e recebimento da amostra, ou pelo fornecimento de informações ou por tudo isto. Esta responsabilização deverá ser por escrito com assinatura (ABNT NBR ISO 15.189:2015 ou, o que vier a substitui-la).
- Amostras com armazenamento inadequado quanto à temperatura:
- Hemocultura em temperatura imprópria;
- Amostras com gelo em quantidade insuficiente;
- Amostras enviadas em meio de transporte impróprio para o material;
- Amostras não aliquotadas para os exames solicitados: o Lacen/PR não faz aliquotagem;
- Amostras de soro ou plasma com hemólise;
- Amostras de LCR com hemólise decorrente de acidente de punção;
- Amostras de soro turvas caracterizando lipemia;
- Amostras de soro turvas caracterizando contaminação bacteriana ou fúngica;
- Amostras com volume insuficiente para os exames solicitados;
- Amostras de secreção respiratória na mesma caixa das demais amostras;
- Amostras vazadas;
- Lâminas quebradas impossibilitando a análise;
Para exames de Biologia Molecular:
- Tubo incompatível para a pesquisa por biologia molecular;
- Solicitação de exame incompatível com a data do início dos sintomas;
- Etiqueta afixada no tubo de maneira incorreta.
Importante: as amostras que chegarem ao Lacen/PR sem atender às definições de casos suspeitos e/ou aos critérios de qualidade serão descartadas no GAL;
Ressalta-se que a confiabilidade dos resultados dos testes laboratoriais depende do período e dos cuidados durante a coleta, manuseio, acondicionamento e transporte dos espécimes biológicos.
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