Manual de Solicitação de Exames Gal e Amostras Biológicas

 

 

Sangue/Soro

  • Realizar os seguintes procedimentos antes de iniciar a coleta: lavar as mãos, colocar luvas, identificar os tubos, encaixar a agulha na seringa com o auxílio de uma pinça,
  • inspecionar a ponta da agulha (não deve estar rombuda ou torta) e mover o êmbolo da seringa. Para coleta a vácuo, rosquear a agulha no suporte com o auxílio de uma pinça;
  • Colocar o torniquete (garrote) para que as veias fiquem mais salientes;
  • Inspecionar as veias cuidadosamente e verificar a mais adequada para a punção;
  • Fazer a assepsia do local com algodão embebido em álcool 70%.
  • Permitir a secagem da área por 30s para prevenir hemólise.
  • Em seguida, puncionar a veia e coletar o sangue;
  • Para coleta a vácuo, cuidar para não retirar o tubo enquanto houver vácuo, para que a quantidade de sangue produza a quantidade de soro ou plasma necessário;
  • A pressão do torniquete não deve ser mantida mais que 60 segundos, porque produz aumentos na concentração de células sanguíneas;
  • Coletar o sangue com tubo a vácuo completando até a marca indicada;
  • Homogeneizar a amostra suavemente por inversão de 5 a 10 vezes;
  • O sangue deverá ser mantido nos tubos próprios para os exames;
  • Para coleta com seringa, abrir os tubos, colocar o sangue cuidadosamente, deixando escorrer suavemente pela parede interna do tubo.

Obtenção de soro e/ou plasma

  • Colocar luvas;
  • Abrir a centrífuga e colocar os tubos com o sangue nas “caçapas”, tomando o cuidado de equilibrá-los;
  • Fechar a tampa da centrífuga, marcar 3000 a 4000 rpm e ligar por 10 minutos;
  • No caso de amostras de soro, respeitar o tempo para retração do coágulo;
  • Para os exames de biologia molecular observar o tempo e a rotação da centrífuga conforme descrito em cada exame;
  • Não abrir a tampa da centrífuga antes de parar totalmente de rodar e nem tentar parar com a mão ou instrumentos. Recomenda-se não abrir a centrífuga imediatamente após parar, devido à formação de aerossóis que podem ser infectantes, por isto, deve- se esperar alguns minutos para que as partículas sedimentem;
  • Retirar os tubos das caçapas com auxílio de uma pinça e colocar em estante própria;
  • Verificar o aspecto da amostra. O soro deve estar livre de resíduos de hemácias. Se o soro estiver fortemente hemolisado ou lipêmico, providenciar nova coleta;
  • Transferir o soro obtido para o tubo correspondente, previamente identificado conforme figura 4, com auxílio de pipeta plástica tipo Pasteur descartável ou pipetador.
  • Para exames de Biologia Molecular utilizar o tubo preparador de plasma, centrifugar e
  • Encaminhar no mesmo tubo para o Lacen/PR ou laboratório descentralizado correspondente, no caso de Carga Viral para HIV-1 e Hepatites Virais.
  • Proceder conforme as orientações conforme figura 5:
  • Gerar etiqueta do GAL com a identificação do paciente, com opção “por amostra”;
  • Colar a etiqueta no tubo com gel separador, sobre a etiqueta original.

Figura 4 – Identificação do tubo de poliestireno para sorologia

 

 

 

Figura 5 – Identificação do tubo com gel separador para Biologia Molecular

 

 

 

 

Importante: não danificar o código de barras da etiqueta do GAL em hipótese nenhuma; respeitar o sentido vertical e afixar a etiqueta na parte superior do tubo conforme figuras 4 e 5.

Centrifugação de amostras usando força G

Relação entre a força g e o raio da centrífuga para definição da velocidade de centrifugação.

A força centrífuga relativa (rcf), também conhecida como força g, é gerada quando uma determinada massa é submetida a um movimento circular, tal como ocorre no processo de centrifugação de amostras biológicas, que é o processo no qual ocorre a separação de soro, plasma e outros fluídos biológicos.

Vários exames, por exigirem uma determinada condição de separação predefinida como ideal, utilizam a rcf como parâmetro de intensidade, durante o processo de centrifugação, tais como o PCR quantitativo em tempo real para o HIV, HBV e HCV, entre outros. A rcf é definida através de uma relação direta com a velocidade de centrifugação em rotações por minuto (rpm) e o raio de centrifugação em centímetros (cm). A unidade de medida da força centrífuga relativa é o grama (g). Através da Tabela 1 abaixo, podemos definir a velocidade de rotação da centrífuga necessária para se obter uma determinada força g, previamente padronizada para separação de amostras de um determinado exame, relacionando-a com o raio da centrífuga.

Tabela 1. Relação entre raio do rotor da centrífuga e força g.

 

 

 

 

 

 

 

 

Orientação para uso da tabela:

Caso haja solicitação, por exemplo, do tubo à rcf de 1500 g, para transformar “g” em “rpm”, devemos medir o raio da centrífuga utilizada ou buscar informações sobre o raio da centrífuga no manual do equipamento.

O raio é medido em centímetros, usando-se régua comum. Essa medida se dá do ponto central da centrífuga de ângulo móvel até o fundo (base da caçapa) em posição horizontal, simulando-o em rotação conforme a figura 6.

O valor em “rpm” é o ponto de intersecção das duas medidas (g e raio) na tabela.

 

 

 

 

 

 

 

Figura 6 – Raio da centrífuga

 

Gota Espessa – Pesquisa de Malária, Chagas Agudo e Filariose

Técnica de confecção da Gota Espessa para Pesquisa de Malária, Chagas Agudo e Filariose, conforme figura 7.

 

 

 

 

 

Figura 7 – Técnica de confecção da gota espessa

  • Antes de iniciar a coleta observar as seguintes recomendações:
  • Trabalhar sobre superfície plana horizontal;
  • Preencher os dados do paciente estabelecidos no formulário;
  • Usar duas lâminas (ver modelos na figura 8), colocar uma lâmina sobre uma superfície plana, sendo o manuseio pelas extremidades sem tocar as superfícies;
  • A lâmina deve estar com etiqueta auto-adesiva para o registro da identificação ou usar lâmina com extremidade esmerilhada (fosca);
  • Usar lanceta descartável, ou agulha de lanceteiro ou lanceteiro com agulha descartável;
  • Pode ser feito em qualquer dos dedos da mão, lóbulo da orelha ou em lactentes o dedo grande do pé ou o calcanhar, com gaze ou algodão embebido de álcool;
  • Secar com gaze ou algodão seco.
  • Procedimento de coleta:
  • Limpar vigorosamente a pele do local de punção (parte lateral);
  • Retirar o estilete do envoltório estéril, segurando-o com a mão esquerda (ou a de melhor posição para quem for executar a punção), puncionar o local de maneira firme e leve;
  • Remover a primeira gota de sangue com gaze ou algodão seco;
  • Comprimir o dedo suavemente para obter outra gota de sangue esférica sobre a pele seca;
  • Segurar a lâmina firmemente pelas bordas numa das extremidades contra o indicador (que está comprimindo o dedo do paciente) e baixar lentamente a lâmina até tocar o alto da gota de sangue (sem entrar em contato com a pele do paciente);
  • Se a quantidade de sangue for insuficiente, pode-se colocar outra gota ao lado;
  • Colocar a lâmina com a face para cima na superfície de trabalho;
  • Espalhar o sangue formando um retângulo de tamanho e espessura adequados, utilizando o canto e os primeiros 5 mm da borda longa da segunda lâmina;
  • Pegar outra amostra, colocar ao lado da primeira e espalhar da mesma maneira;
  • As gotas espessas devem estar localizadas na parte central da lâmina;
  • Limpar o local puncionado com gaze ou algodão secos, se necessário pressionar;
  • Secar as lâminas recém-colhidas ou coradas com fluxo de ar, podendo usar ventilador, estufas e outros;
  • Em lugar da segunda gota espessa pode-se colocar uma gota de sangue e fazer um esfregaço sanguíneo (extensão).

Importante: Não registrar o número da lâmina na própria amostra de sangue.

 

 

 

 

 

 

Figura 8 – Modelos de lâminas usadas na microscopia de hemoparasitas.

Secreções

 

Pesquisa de streptococcus pyogenes (Estreptococos do grupo A)

  •  Orofaringe
  • Em local bem iluminado, pedir para o paciente engolir a saliva;
  • Coletar o exsudato tonsilofaringeano com auxílio de um abaixador de língua e um swab estéril. Friccionar firmemente o swab contra a parede posterior da faringe do paciente e em seguida, friccionar a tonsila direita e esquerda, especialmente sobre áreas com
  • pus;
  • Retirar o swab evitando tocar na úvula, língua ou lábios para evitar contaminação da amostra com micro-organismos da microbiota oral normal;
  • Após a coleta, o swab deve ser colocado em meio de transporte Stuart.
  •  Feridas secas
  • Lavar bem a ferida com solução fisiológica estéril, remover a crosta com bisturi e proceder à coleta com swab estéril, friccionando firmemente o centro da lesão;
  • Após a coleta, o swab deve ser colocado em meio de transporte Stuart.

Feridas úmidas/Abscessos

  • Lavar bem a ferida com solução fisiológica estéril, remover a crosta com bisturi e proceder à coleta do exsudato com auxílio de seringa e agulha estéril;
  • Após a coleta, o swab deve ser colocado em meio de transporte Stuart.

 

Pesquisa de Corynebacterium diphtheriae (Difteria)

Orofaringe

  • Introduzir o swab estéril sobre a parede posterior da orofaringe e logo após sobre as
  • superfícies das tonsilas, úvula e regiões adjacentes. Tomar o cuidado de não desprender a pseudomembrana quando presente;
  • Após a coleta, o swab deve ser colocado em meio de transporte Stuart.

Nasofaringe

  • Utilizar 2 swabs. Introduzir 1 swab em cada fossa nasal anterior, fazendo com que o algodão entre em contato com a superfície da mucosa nasal. Girar continuamente o swab durante a coleta;
  • Após a coleta, colocar os swabs em 2 tubos de meio de transporte Stuart, identificando a narina direita e esquerda.

 Lesões cutâneas

  • Lavar previamente a ferida ou úlcera com solução fisiológica estéril. Umedecer o swab em solução fisiológica estéril e pressionar o mesmo contra a base das lesões.
  • Após a coleta, o swab deve ser colocado em meio de transporte Stuart.

 

Pesquisa de Bordetella pertussis (Coqueluche)

Nasofaringe

  • Retirar um tubo de transporte RL com antibiótico da geladeira 30 minutos antes da coleta (deve estar à temperatura ambiente);
  • Introduzir o swab em uma das narinas, até encontrar resistência na parede posterior da nasofaringe;
  • Manter o swab em contato com a nasofaringe por 10 segundos realizando Movimentos rotatórios lentos, 5 para um lado e 5 para o outro lado;
  • Retirar o swab do orifício nasal, introduzir no tubo RL e estriar a superfície inclinada do meio fazendo movimentos de ziguezague, no sentido de baixo para cima.
  • Em seguida, introduzir o swab no meio RL até 2/3 de profundidade. Manter o swab dentro do tubo RL para o envio;
  • Identificar o tubo com nome, data e indicar se o paciente é um caso suspeito ou comunicante.

 

Pesquisa de vírus respiratórios

 Aspirado de nasofaringe (ANF)

A coleta de ANF é um processo indolor, porém desconfortável, podendo provocar lacrimejamento reflexo. O coletor de muco (plástico) descartável é recomendado para obtenção do espécime.

Importante: A aspiração pode ser realizada com bomba aspiradora portátil, no caso de impossibilidade de se coletar swabs combinados (nasal e orofaríngeo).

Material necessário:

  • Bomba de aspiração;
  • Coletor plástico descartável de secreções;
  • MTV (Fornecido pelo Lacen/PR);
  • EPIs: avental, gorro, óculos, luvas e máscara tipo respirador para partículas N95 ou PFF2.

Procedimento de coleta, conforme figura 9:

  • Inserir a sonda através da narina até atingir a região da nasofaringe quando então o vácuo deve ser aplicado, coletando a secreção para o interior do coletor;
  • Importante: O vácuo deve ser colocado após a sonda estar posicionada na nasofaringe (Figura 9); caso contrário, poderá ocorrer lesão da mucosa.
  • Realizar o procedimento em ambas as narinas, mantendo movimentação da sonda para evitar que haja pressão diretamente sobre a mucosa provocando sangramento.
  • Alternar a coleta nas duas fossas nasais até obter um volume suficiente, aproximadamente 1 mL de ANF;
  • Após a coleta, aspirar o MTV (em temperatura ambiente) para dentro do coletor plástico de secreções, descartável;
  • Fechar o frasco e identificá-lo com etiqueta do GAL com código de barras.

 

 

 

 

Figura 9 – Esquema para coleta de material de ANF

Swabs combinados (nasal/orofaringe)

ATENÇÃO: durante a pandemia de COVID-19, a partir de 31/08/2020, o Lacen/PR disponibilizará 01 (um) swab para coleta combinada de nasofaringe. Para tanto, colher o material utilizando a técnica descrita abaixo, das duas narinas do paciente, utilizando O MESMO swab.

 

NÃO COLETAR AMOSTRA DA OROFARINGE.

 

Material necessário para a coleta swabs combinados (nasal/orofaringe):

  • Meio de transporte viral – MTV (fornecidos pelo Lacen/PR);
  • 1 swab de rayon ou nylon (fornecidos pelo Lacen/PR);
  • EPIs: avental, gorro, óculos, luvas e máscara tipo respirador para partícula N95 ou PFF2.

Importante:

  • A técnica de coleta de amostras por meio de swab combinado de nasofaringe e orofaringe deve ser realizada exclusivamente com swab de rayon ou nylon;
  • O swab deve ser estéril e com alças de plásticos, não devendo ser usado com hastes de madeira e alginato de cálcio;
  • Não deverá ser utilizado swab de algodão, pois o mesmo interfere nas metodologias moleculares utilizadas.

 

ATENÇÃO: se for necessário realizar duas coletas no mesmo dia, deverá ser respeitado um intervalo mínimo de 12h entre a primeira e a segunda coleta. O processo da coleta do swab faz um esfregaço do epitélio respiratório, podendo reduzir a carga viral na segunda amostra, levando a um resultado divergente da primeira amostra.

Procedimento de coleta conforme figura 10.

 

 

 

 

 

 

Figura 10 – Esquema para coleta de material de swabs de orofaringe

  • Examinar a fossa nasal do paciente com o intuito de verificar a presença de secreções e a posição do corneto inferior e médio. A inspeção é feita solicitando que o paciente incline a cabeça para traz em um ângulo de aproximadamente 45 graus e com o auxílio do polegar deve-se deslocar a ponta do nariz para cima.. Pedir para o paciente assoar (limpar) o nariz caso haja secreções.

Importante: O objetivo do swab é coletar um esfregaço de células e não secreções nasais.

  • Ainda com a cabeça do paciente inclinada (45 graus) introduzir o swab na cavidade nasal do paciente (cerca de 5 cm), paralelo ao assoalho nasal, até encontrar resistência na parede posterior da nasofaringe. Manter o swab em contato com a nasofaringe por 10 segundos, realizando movimentos rotatórios lentos, 5 para um lado e 5 para o outro lado;
  • Introduzir a ponta do swab no tubo com MTV e efetuar o corte do excesso da haste o mais próximo possível da ponta de rayon ou nylon.
  • Utilizando o mesmo swab, realizar o mesmo procedimento para a outra narina.
  • Mergulhar o swab em frasco com MTV para preservar o material coletado.
  • Tampar o frasco contendo os swabs e identificar com a etiqueta do GAL com código de barras de maneira que seja possível visualizar o swab dentro do tubo;
  • Realizar a desinfecção da tesoura com álcool a 70%, após a finalização do corte dos três swabs.
  • Descartar corretamente como resíduos do GRUPO A1;
  • Etiquetar o tubo com a etiqueta do GAL, gerada “por amostra”. Não utilizar múltiplas etiquetas sobrepostas, ou etiquetas de qualquer outro padrão.

 

Importante:

  • Os tubos contendo as amostras devem ser protegidos de vazamentos: acondicionar em recipientes plásticos com tampa de rosca. Colocar na posição vertical em recipientes que garantam esta posição até a chegada ao Lacen/PR;
  • O material genético viral é extremamente lábil e, portanto, facilmente degradado pelo manuseio inapropriado ou pela demora em seu processamento.

 

Pesquisa de Leishmaniose Tegumentar Americana

Escarificação de lesões:

  • Realizar escarificações com lâmina de bisturi, em diferentes locais da borda interna da lesão, coletando, no mínimo, duas lâminas por lesão.
  • Evitar extravasamento de sangue, pois prejudica o diagnóstico, conforme Figura 11.

 

 

 

 

 

Figura 11 – Técnica de escarificação de lesão suspeita de leishmaniose tegumentar americana

 

Biópsia por Punch e Imprint

  • Realizar a biópsia na borda da lesão com auxílio de punch de 5 mm ou bisturi e pinça estéril e, em seguida, após a excisão cirúrgica, realizar a técnica de aposição ou “inprint” em lâmina, por delicada compressão do fragmento de tecido, obtido por biópsia, sobre uma lâmina de vidro, conforme Figura 12:

 

 

 

 

Figura 12 – Técnica de biópsia por punch e imprint em lâmina

  • As lâminas não coradas devem ser previamente fixadas com cerca de 3 mL de metanol (álcool metílico) durante três a cinco minutos. Caso não disponha de metanol (álcool metílico), poderá ser utilizado o mesmo fixador de amostra do exame citológico (preventivo).
  • Após secas, as lâminas deverão ser colocadas em frascos ou caixas próprias para transporte de lâminas devidamente identificadas e mantidas à temperatura ambiente.

Importante:

  • A informação de amostras fixadas deve ser anotada na embalagem ou frasco da amostra da seguinte forma: “fixada” – metanol ou, “fixador citológico”.
  • Uma boa execução da técnica requer que o fragmento seja previamente banhado em solução salina estéril e o excesso de sangue e líquidos absorvidos em gaze ou papel de filtro.
  • A biópsia da lesão é um procedimento exclusivamente médico por envolver etapas de anestesia local e em alguns casos sutura e deve ser realizado segundo protocolo médico. Durante o procedimento devem ser observados cuidados na manutenção da esterilidade da amostra. Nos casos de lesões que apresentem infecções secundárias é aconselhável tratar o paciente antes de realizar o procedimento visando diminuir a possibilidade de contaminação da amostra.

 

Linfa

Pesquisa de Mycobacterium leprae (Hanseníase)

  Locais de coleta:

  • Preconizado: lóbulos de orelha direita e esquerda, cotovelos direito e esquerdo;
  • A critério médico: joelhos direito e esquerdo, borda e centro das lesões.
  • Volume: boa quantidade (equivalente a 1 gota);
  • Número de amostras: 04 para cada paciente ou a critério médico;
  • Preparo do paciente: explicar o procedimento de coleta a ser realizado.

Técnica de coleta:

  • Orientar o paciente sobre o procedimento de coleta;
  • Fazer assepsia do local a ser coletado com álcool a 70 %;
  • Com auxílio de uma pinça de Kelli curva, fazer uma boa isquemia para impedir o fluxo de sangue;
  • Com auxílio de um bisturi n° 15, realizar um corte de aproximadamente 5 mm de comprimento por 3 mm de profundidade (figura 13);
  • Com o lado interno não cortante da lâmina, raspar o bordo interno do corte obtendo boa quantidade de material (1 gota);

 

 

 

Figura 13 – Coleta de linfa para pesquisa de Hanseníase

  • Transferir o raspado para lâmina de vidro bem limpa e nova, previamente identificada com lápis ponta de vídea ou com ponta de diamante;
  • Espalhar o material com a parte plana do bisturi em movimentos circulares a fim de obter um esfregaço uniforme abrangendo uma área de 5 a 7 mm de diâmetro;
  • Os 4 esfregaços serão colocados um ao lado do outro com a distância de 1 cm na sequência da coleta do material. Cada lâmina deverá ter, no máximo, 4 esfregaços, sendo 1 de coleta do paciente, devidamente identificados (figura 14);

 

 

 

 

 

Figura 14 – Distribuição padrão dos esfregaços na lâmina

  • Os esfregaços não devem conter sangue, para não ocorrer interferência no exame microscópico;
  • Para o mesmo paciente, usa-se a mesma lâmina e bisturi após limpá-la com álcool e passá-la em chama;
  • Deixar os esfregaços secarem à temperatura ambiente. Em seguida, passar a lâmina na chama, por três vezes rapidamente, observando para que a face em que se encontram os esfregaços fique para cima (fixação);
  • Usar sempre lâmina e bisturi novos a cada paciente;
  • A incisão feita no paciente deve ser coberta com um curativo estéril (bege).

 

Escarro

Pesquisa de Mycobacterium tuberculosis (Tuberculose)

Orientações para coleta de escarro – 1ª e 2ª amostras, conforme figuras 15 e 16

 

 

 

 

Figura 15 – Orientações para coleta de escarro – 1ª Amostra

 

 

 


Figura 16 – Orientações para coleta de escarro – 2ª amostra

Recomenda-se consultar também o Guia de Orientações para Coleta de Escarro – Ministério da Saúde – 2014, ou, o que venha a substituí-lo, no Portal do Ministério da Saúde.

 

LCR

Pesquisa de meningites e meningococcemias

  • A coleta é realizada pelo médico.
  • Utilizar os kits para meningites e meningococcemia, fornecidos pelo Lacen/PR;

Importante: Não romper os lacres dos frascos que serão enviados ao Lacen/PR para evitar contaminação das amostras, seja durante a coleta, transporte ou processamento da amostra de LCR.

 

KIT PARA MENINGITE BACTERIANA (figura 17) COMPOSTO POR:

  • Frasco de Ágar Chocolate – 01 unidade
  • Frascos vazios estéreis – 02 unidades
  • Lâminas em porta-lâminas – 02 unidades

Envelope – Frente 

 

 

 

Envelope – Verso

 

 

 

Composição do Kit

 

 

 

Figura 17 – Kit para Meningite Bacteriana

 

Importante:

  • A data de validade está no rótulo de cada frasco;
  • Não usar após o vencimento; pode ser devolvido ao Lacen/PR através da Regional de Saúde.

 

Frasco de Ágar Chocolate – 01 unidade

  • Armazenar os meios de cultura Ágar Chocolate, antes de serem utilizados em geladeira (2 a 8 °C);
  • Levantar o lacre central do frasco e fazer assepsia da tampa de borracha friccionando com algodão umedecido em álcool a 70 % por um minuto;
  • Injetar 2 a 3 gotas de LCR no frasco de Ágar Chocolate, com seringa, após a assepsia da tampa de borracha;
  • Colocar no fundo da lata de alumínio ou em jarra de CO2, o frasco de Ágar Chocolate semeado, tantos quantos couberem no fundo;
  • Para obter atmosfera de CO2 poderá utilizar lata de alumínio ou jarra para CO2. Colocar um pequeno chumaço de algodão umedecido com água e uma pequena vela no fundo da lata ou jarra;
  • Atear fogo na vela e fechar imediatamente a lata de alumínio ou a jarra para CO2, com a vela ainda acesa;
  • Incubar a jarra fechada em estufa a 35 °/36 °C, por 24/48 horas;
  • Enviar o frasco de Ágar Chocolate ao Lacen/PR, Unidade Guatupê, em caixa de isopor à temperatura ambiente.

 

Frascos vazios estéreis – 02 unidades

Frasco 1 – Para laboratório local

  • Fazer assepsia da tampa de borracha;
  • Enviar imediatamente ao laboratório local para execução das Análises Bacteriológica e Citoquímica (contagem de células com diferencial de leucócitos, dosagem de glicose, proteína e cloretos);

 

Frasco 2 – Para envio ao Lacen/PR

  • Fazer assepsia da tampa de borracha (sem romper o lacre);
  • Com auxílio de seringa, injetar 1 a 2 mL de LCR no frasco vazio estéril;
  • Enviar ao Lacen/PR, Unidade Guatupê, em caixa de isopor com gelo reciclável para Análise Bacteriológica, Látex e PCR.

 

Lâminas em porta-lâmina para coloração de Gram –        02 unidades

 

Fazer esfregaço de LCR nas 02 lâminas;

Identificar;

  • Lâmina 1 – esfregaço seco – sem corar;
  • Lâmina 2 – esfregaço corado pelo Gram (esta deve ser a mesma lâmina lida no Laboratório Local);

Colocar as 02 lâminas em porta-lâmina;

  • Usar 01 porta-lâmina por paciente;
  • Enviar ao Lacen/PR, Unidade Guatupê, em caixa de isopor junto com o Ágar Chocolate, à temperatura ambiente.

 

KIT PARA MENINGOCOCCEMIA (figura 18) COMPOSTO POR:

  • Frasco para Hemocultura Automatizada, Pediátrico (tampa amarela) ou Adulto (tampa verde) – 01 unidade
  • Frasco vazio estéril para soro - Látex e PCR – 01 unidade Importante:
  • Utilizar para pacientes com quadro hemorrágico (petéquias, sufusões, equimoses e
  • lesões);
  • Utilizar todos os itens do kit de meningite bacteriana e acrescentar os itens do kit de meningococcemia (antes da antibioticoterapia).

 

Envelope – Frente

 

 

Envelope – Verso

 

 

Composição do Kit

 

 

 

Figura 18 – Kit para Meningococcemia

 

 Importante:

  • A data de validade está no rótulo de cada frasco;
  • Não usar após o vencimento; pode ser devolvido ao Lacen/PR através da Regional de Saúde.

 

Coleta de Sangue para Hemocultura Automatizada

  • Remover a parte central do lacre do frasco de hemocultura e fazer assepsia da tampa da borracha friccionando com algodão umedecido em álcool a 70 %, por um minuto;
  • Coletar o sangue com seringa e agulha estéreis, sem anticoagulante;
  • Adultos: 10 mL – inoculação em 1 frasco de meio de hemocultura automatizada (tampa verde)
  • Crianças: coletar de acordo com o peso, conforme a Tabela 2, a seguir:

Tabela 2. Determinação do volume de sangue a ser coletado para hemocultura.

 

 

 

 

 

 

(*) O volume de sangue coletado deve ser inoculado em um frasco de hemocultura automatizada pediátrico (tampa amarela).

  • Após a coleta manter o frasco em temperatura ambiente. Não incubar;
  • Enviar ao Lacen/PR, Unidade Guatupê, o mais breve possível, no máximo em 48 horas, em caixa de isopor à temperatura ambiente, dentro da embalagem individual (saco plástico) do Kit para Meningococcemia.

 

Coleta de Sangue para Obtenção do Soro para Látex e PCR

 

  • Coletar aproximadamente 5 mL de sangue em tubo sem anticoagulante;
  • Deixar retrair o coágulo e centrifugar;
  • Fazer assepsia na tampa de borracha do frasco vazio estéril com álcool a 70 %, sem romper o lacre;
  • Retirar, com seringa, 1 a 2 mL de soro do tubo centrifugado e injetar no frasco vazio estéril;
  • Enviar ao Lacen/PR, Unidade Guatupê, em caixa de isopor com gelo reciclável.

 

Outros Materiais

Medula óssea

  • Coletar assepticamente em ambiente hospitalar, aspirando 0,5 mL em seringa heparinizada estéril. Girar bem a seringa para misturar bem o material com o anticoagulante.
  • Importante: para exames de PCR não utilizar heparina.

Abscessos e fístulas

  • Material proveniente de secreção.
  • Aspirar com uso de agulha e seringa descartável; caso o material seja muito viscoso ou granuloso, injetar previamente no local pequena de solução salina estéril.
  • Material proveniente de lesões fistuladas
  • Aspirar com seringa sem agulha, ou com swab de algodão, que deverá ser acondicionado em tubo estéril em volume suficiente para recobrir a ponta do swab, evitando-se dissecação (em salina estéril).

Fezes

  • Swab fecal: coletar as fezes em recipiente limpo; imergir os dois swabs bacteriológicos nas fezes (dando preferência aos elementos de aparência patológica como muco, sangue, pus, membrana, etc.) introduzir os swabs em meio de transporte Cary Blair.
  • Swab retal: umedecer previamente o swab na ampola retal (2 cm além do esfíncter anal) comprimindo-o em movimentos rotatórios suaves, por toda a extensão perianal.
  • Fezes formadas in natura: acondicionar cerca de 3g em frasco coletor universal. Envolver cada coletor contendo fezes em um saco plástico individual, devidamente fechado.
  • Fezes líquidas in natura: utilizar uma compressa cirúrgica entre o paciente e a fralda. Dessa maneira, as fezes ficam armazenadas na compressa. Após, acondicioná-la com auxílio de pinça, preferencialmente estéril, em frasco coletor universal. Envolver cada coletor contendo fezes em um saco plástico individual, devidamente fechado.

Urina

  • Lavar as mãos e a genitália antes da coleta com água e sabão, secar.
  • Desprezar o 1° jato de urina.
  • Em um frasco coletor universal, coletar o jato médio
  • Desprezar o 3° jato.

 

 

         O armazenamento das amostras deve observar o tempo especificado em condições que garantam estabilidade das propriedades e repetição do exame;

  • Evitar congelamentos e descongelamentos repetitivos;
  • A qualidade do espécime clínico é de suma importância para o sucesso da análise. O material genético viral é extremamente lábil e, portanto, facilmente degradado pelo manuseio inapropriado ou pela demora em seu processamento;
  • As amostras deverão ser identificadas individualmente com o nome completo do paciente, o local de procedência e a data da coleta;
  • Importante: as etiquetas devem ser colocadas de forma a não ocultar o nível da amostra contida e não danificar o código de barras;
  • Enviar uma amostra para cada exame a ser realizado, com volume adequado, de forma a evitar manuseio da amostra dentro do Lacen/PR;

 

Antes de acondicionar os materiais para o transporte ao Lacen/PR, conferir se as amostras e as requisições do GAL estão de acordo com o protocolo estabelecido por este manual para cada exame;

  • Certifique-se de que os recipientes estão bem fechados e que não há vazamento de conteúdo;
  • Colocar tubos ou frascos, contendo o material biológico, dentro de pote plástico, na posição vertical, antes de colocar na caixa de isopor;
  • Colocar microtubos em estantes e estas dentro de saco plástico, o qual deverá ser fechado de modo que os microtubos fiquem firmes na estante;
  • Colocar os frascos com amostras de fezes em sacos plásticos individuais;
  • Colocar amostras de secreções respiratórias em caixa de isopor separadas das demais amostras;
  • Colocar amostras para pesquisa de raiva animal em caixa de isopor separadas das demais amostras;
  • Colocar amostras de pacientes com suspeita de Doença Priônica obrigatoriamente em caixa UN3373 separadas das demais amostras;
  • Colocar substância refrigerada (gelo reciclável ou gelo seco) em quantidade suficiente que envolva completamente a embalagem que contenha as amostras;
  • Importante: a caixa de isopor deverá conter quantidade de substância refrigerante (gelo seco ou reciclável) compatível com a quantidade de material que estiver sendo enviado. Usualmente 2/3 do volume deverá ser ocupado com a substância refrigerante.
  • Completar os espaços vazios a fim de evitar a movimentação e/ou quebra da embalagem que contém as amostras (sugestão: papel amassado ou flocos de isopor);
  • Acondicionar as requisições e outros documentos em saco plástico separado. Não enrolar ao redor dos tubos;
  • Fechar o saco plástico contendo as requisições e fixá-lo na parte interna da tampa da caixa de isopor;
  • Fechar e vedar bem a caixa com gelo reciclável;
  • Fechar e vedar em cruz a tampa da caixa com gelo seco, a fim de evitar explosão;

Identificar o destinatário de acordo com o modelo:

 

Laboratório Central do Estado do Paraná (Lacen/PR)

Unidade Guatupê

Seção de Gerenciamento de Amostras

Rua Sebastiana Santana Fraga, 1001 – Guatupê

São José dos Pinhais – Paraná

CEP: 83.060-500

Tel: (41) 3299-3200

 

Se encaminhar pelo Correio, identificar o destinatário de acordo com o modelo:

 

 

 

Colocar em dois lados opostos da caixa externa as seguintes informações:

 

 

 

 

Importante:

  • Enviar materiais de rotina até, no máximo, quinta-feira;
  • O horário de atendimento da Seção de Gerenciamento de Amostras da Divisão dos Laboratórios de Epidemiologia e Controle de Doenças será das 8:00 horas às 15:00 horas, de segunda a sexta-feira;
  • Enviar na sexta-feira somente casos de pesquisa de meningites bacterianas e outros casos urgentes.
  • Nos finais de semana e feriados o Lacen/PR não mantém serviço de plantão de motorista;
  • Aos sábados, domingos e feriados haverá plantão em regime de sobreaviso para atender os casos suspeitos de meningites bacterianas e cultura para coqueluche.
  • Todas as demais amostras devem ser encaminhadas no próximo dia útil.
  • Solicita-se que, além das instruções fornecidas acima, sejam utilizadas para transporte somente caixas de isopor não retornáveis e que seja afixada de forma visível do lado de fora da caixa de transporte uma cópia da requisição gerada pelo GAL para identificação do exame a ser realizado.

Importante:

  • Caixas não identificadas corretamente não serão recebidas pela equipe do Lacen/PR.
  • Para envio de amostras urgentes suspeitas para outros agravos, contatar previamente a chefia da DVLCD para avaliação da necessidade de atendimento em caráter de urgência e aprovação do envio da amostra.
  • Sempre que houver eventos considerados de emergência em saúde pública, o Lacen/PR manterá atendimento para receber amostras e realizar os exames em esquema de plantões;
  • Os materiais para Carga Viral para HIV e Contagem de CD4/CD8 deverão obedecer às datas já estabelecidas para cada local.

 

  • Amostras não cadastradas no GAL – cada amostra deverá ser encaminhada ao Lacen/PR, com a requisição do GAL;
  • Amostras com cadastro incompleto no GAL;
  • Amostras não identificadas;
  • Amostras com identificação inadequada:
  • Amostra identificada somente com iniciais;
  • Amostra identificada com números;
  • Amostra com identificação diferente da requisição;
  • Amostra sem etiqueta emitida pelo GAL.

Exceção: quando a amostra primária (líquido cefalorraquidiano, biópsia, etc.) for insubstituível ou crítica, o Lacen/PR poderá realizar o exame, no entanto, não irá liberar o resultado até que o médico requisitante ou pessoa responsável pela coleta da amostra primária assuma a responsabilidade pela identificação e recebimento da amostra, ou pelo fornecimento de informações ou por tudo isto. Esta responsabilização deverá ser por escrito com assinatura (ABNT NBR ISO 15.189:2015 ou, o que vier a substitui-la).

  • Amostras com armazenamento inadequado quanto à temperatura:
  • Hemocultura em temperatura imprópria;
  • Amostras com gelo em quantidade insuficiente;
  • Amostras enviadas em meio de transporte impróprio para o material;
  • Amostras não aliquotadas para os exames solicitados: o Lacen/PR não faz aliquotagem;
  • Amostras de soro ou plasma com hemólise;
  • Amostras de LCR com hemólise decorrente de acidente de punção;
  • Amostras de soro turvas caracterizando lipemia;
  • Amostras de soro turvas caracterizando contaminação bacteriana ou fúngica;
  • Amostras com volume insuficiente para os exames solicitados;
  • Amostras de secreção respiratória na mesma caixa das demais amostras;
  • Amostras vazadas;
  • Lâminas quebradas impossibilitando a análise;

Para exames de Biologia Molecular:

  • Tubo incompatível para a pesquisa por biologia molecular;
  • Solicitação de exame incompatível com a data do início dos sintomas;
  • Etiqueta afixada no tubo de maneira incorreta. 

 

Importante: as amostras que chegarem ao Lacen/PR sem atender às definições de casos suspeitos e/ou aos critérios de qualidade serão descartadas no GAL;

Ressalta-se que a confiabilidade dos resultados dos testes laboratoriais depende do período e dos cuidados durante a coleta, manuseio, acondicionamento e transporte dos espécimes biológicos.

 

MANUAL EM PDF

 

 

Exames

 

 
 Ácido Delta Aminolevulíco (ALA-U)

 

 
Arbovirus (Dengue, Chikungunha, Zika e Febre Amarela)

 

 
Aspergilose

  

 
 Bactérias Atípicas

 

 
Bartonelose

 

 
Botulismo

 

 
Brucelose

 

 
Candida Auris

 

 
 Candidiase Invasiva

 

 
Caxumba (Parotidite Infecciosa)

 

 
 Clamidia e Gonococo (IST)

 

 
CD4/CD8/CD45 (Determinação de Linfócitos T) Entregar amostras até Quinta-Feira as 15hs

 

 
Chagas (Detecção de Anticorpos Anti-Trypanosoma cruzi)

 

 
Chagas Aguda

 

 
Chikungunya - Sorologia

 

 
Chumbo

 

 
Cisticercose

 

 
Citomegalovírus (Cmv) - Sorologia

 

 
Clostridium difficile (C.diff)

 

 
Cólera

 

 
Colinesterase (Diagnóstico de Intoxicação por Organofosforados E/Ou Carbamatos)

 

 
Coqueluche

 

 
Criptococos

 

 
Dengue IgM

 

 
Dengue NS1

 

 
Difteria

 

 
Doença Priônica (Doença de Creutzfeldt- Jakob)

 

 
Doenças Diarricas - MDDA

 

 
Doenças Diarreicas Agudas (DDA) Virais

 

 
 Ebola

 

 
Ehrlichiose

 

 
Enterovírus

 

 
Epstein Barr (Mononucleose) - Sorologia

 

 
Esquistossomose

 

 
 Febre Amarela Humana

 

 
 Febre do Nilo 

 

 
Febre Maculosa Humana

 

 
Febre Q

 

 
Febre Tifoide

 

 
 Filariose

 

 
Fungos

 

 
Hanseníase – Controle de Qualidade Baciloscópio

 

 
Hantavirus

 

 
Hepatite B - Biologia Molecular

 

 
Hepatite C - Biologia Molecular

 

 
Hepatites Virais A, B, C, - Sorologia

 

 
Hepatites Virais D, E - Sorologia

 

 
Hidatidose 

 

 
 Histopatológico

 

 
Histoplasmose

 

 
HIV - 1 e 2 - Confirmatório

 

 
HLA - B*5701

 

 
HIV - 1 - Carga Viral

 

 
HTLV - I/II

 

 
Infecções Estréptocócias

 

 
Jc Virus (Poliomavirus)

 

 
Leishmaniose Tegumentar Americana - LTA

 

 
Leishmaniose Visceral Humana - LVH

 

 
Leptospirose Humana - Biologia Molecular

 

 
Leptospirose Humana - Sorologia

 

 
 Listeria

 

 
Malária

 

 
 Malária Teste Rápido

 

 
Malária - Controle de Qualidade Parasitoscópico

 

 
Meningite Bacteriana / Meningoccemia

 

 
Meningite Eosonofílica

 

 
Mercúrio

 

 
 Micobacteriose

 

 
Mpox

 

 
Mucormicose

 

 
Mycobacterim Tuberculosis - Biologia Molecular

 

 
Paracoccidioimicose

 

 
 Parasitas Oportunistas

 

 
 Parvovírus B19 (ERITEMA INFECCIOSO)  Exame temporariamente suspenso

 

 
 Pesquisa de Genes de Resistência

 

 
 Pesquisa de Multipatógenos

 

 
Poliomelite

 

 
Raiva - Titulação de Anticorpos Antirrábicos

 

 
Resistência Bacteriana

 

 
Rubéola

 

 
Sarampo

 

 
 Sequenciamento Genético de rDNA 16S

 

 
Sífilis

 

 
 Síndrome Inflamatória Multissistêmica Pediátrica(SIM-P) ASSOCIADA À COVID-19

 

 
Síndrome Neurológica por Arbovírus

 

 
Toxocaríase

 

 
Toxoplamose

 

 
Tuberculose e Micobacteriose

 

 
Tuberculose - Controle de Qualidade Baciloscópico

 

 
Vírus Respiratórios

 

 
Zika - Sorologia